ЭПИДЕМИОЛОГИЯ И ПРОФИЛАКТИКА ВНУТРИБОЛЬНИЧНЫХ ИНФЕКЦИЙ
создание документов онлайн
Документы и бланки онлайн

Обследовать

Администрация
Механический Электроника
биологии
география
дом в саду
история
литература
маркетинг
математике
медицина еда Питание косметика рецепты
музыка
образование
психология
разное
художественная культура
экономика




















































ЭПИДЕМИОЛОГИЯ И ПРОФИЛАКТИКА ВНУТРИБОЛЬНИЧНЫХ ИНФЕКЦИЙ

медицина


Отправить его в другом документе Tab для Yahoo книги - конечно, эссе, очерк Hits: 1112


дтхзйе дплхнеофщ

ГАННУШКИН (1875-1933)
Оксибутират натрия
Взаимодействие систем
Лечебная физкультура (ЛФК)
ПРИОБРЕТЕННЫЕ ПОРОКИ СЕРДЦА
УКРОПА плоды
ОБСЛЕДОВАНИЕ РЕБЕНКА С ХИРУРГИЧЕСКИМИ СТОМАТОЛОГИЧЕСКИМИ ЗАБОЛЕВАНИЯМИ
Газы и метеоризм
ЛЕЙКОПЛАКИЯ
Почечные камни
 

ЭПИДЕМИОЛОГИЯ И ПРОФИЛАКТИКА ВНУТРИБОЛЬНИЧНЫХ ИНФЕКЦИЙ

1. Общие сведения

Инфекция, заражение которой происходит в лечебно-профилактических учреждениях, называется внутрибольничной (синонимы: больничная, внутригоспитальная, нозокомиальная).

Инфекция не считается внутрибольничной, если она является осложнением или продолжением инфекционного процесса, уже имевшегося у больного на момент госпитализации, а также если она развивается у новорожденного при трансплацентарной передаче (герпес, краснуха, токсоплазмоз, цитомегаловирусная инфекция, сифилис). Внутриутробными следует считать инфекции, появившиеся менее чем через 48 ч после рождения, если заражение не произошло после родов или в процессе прохождения плода через родовые пути.

Уровень внутрибольничной инфекции (ВБИ) среди пациентов ОАРИТ в 10 раз выше, чем в отделениях общего профиля. Величина этого показателя, а также структура ВБИ в значительной мере зависят от профиля лечебного учреждения. Наиболее часто она представлена пневмониями (30-50%), инфекциями нижних дыхательных путей, мочевыделительной системы (до 20% по каждому типу инфекции), инфекциями кровеносного русла (около 10%).

В основе частого развития ВБИ в ОАРИТ лежат следующие причины.

1. Специфическая экология (среда) отделений, которая характеризуется высокой плотностью «больничного населения» (пациентов и персонала), непрерывным поступлением новых больных, замкнутостью и теснотой пространства.



2. Постоянное наличие источников возбудителей инфекции (пациенты, персонал, посетители).

Активизация механизмов, путей передачи возбудителей под воздействием интенсивного ухода за больными, большого количества инвазивных процедур, а также неизбежных нарушений эпидемиологически безопасных правил поведения персонала при экстренных ситуациях.

4. Формирование госпитальных штаммов ‑ особой разновидности микроорганизмов, обладающих множественной устойчивостью к антибиотикам.

5. Вынужденная концентрация тяжелобольных, жизнь которых часто невозможна без «протезирования» функций (искусственная вентиляция легких, парентеральное питание и т.п.).

6. Широкое использование сложной техники, требующей особых методов дезинфекции и стерилизации.

7. Недостаточное знание и слабая мотивация персонала по выполнению правил санитарно-противоэпидемического режима.

Эпидемиологические особенности ВБИ в ОАРИТ. Для возникновения инфекции необходимо наличие трех составляющих: а) источника возбудителя инфекции (семя), механизма передачи возбудителей (сеятель), восприимчивого к инфекции организма (почва).

Основными источниками возбудителей ВБИ являются пациенты, персонал, предметы обстановки, особенно влажные, где большинство микроорганизмов могут не только длительно выживать, но и размножаться. Совокупность основных источников возбудителей инфекции образует резервуар возбудителей.

Важнейшим резервуаром большинства возбудителей ВБИ является человек. На поверхности его тела находятся представители различных биолого-экологических групп микроорганизмов: облигатные и факультативные паразиты, сапрофиты. Среди аэробных и факультативно анаэробных микроорганизмов чаще других встречаются микрококки, коринеформные и энтеробактерии, стрептококки, грибы. Среди анаэробных микроорганизмов - бактероиды, пепто- и пептострептококки, анаэробные представители коринеформных бактерий и некоторые другие. Практически все перечисленные микроорганизмы в течение более или менее длительного времени обнаруживаются на поверхности кожи, слизистых оболочек, в волосяных фолликулах, секретах потовых и сальных желез. Здесь имеются оптимальные температура, влажность, слабокислая среда и достаточное количество пищевых субстратов в среднем для 1015 микроорганизмов. Эта величина более чем в 1010 раз превышает, например, число жизнеспособных микроорганизмов, содержащихся в воздухе после операции, или в 104-108 раз больше, чем на полу лечебного учреждения с невысокими санитарно-гигиеническими характеристиками.

Микроорганизмы, находящиеся на коже людей, делятся на две группы. Постоянные (резидентные) обитатели заселяют кожу и слизистые оболочки сразу после рождения. Временные (транзитные) микроорганизмы, попадающие на кожу из внешней среды или при контактах с другими людьми, могут находиться на коже в течение нескольких часов или дней. Транзитная микрофлора чаще всего имеется на кистях рук и других открытых участках тела. Наибольшее количество резидентных микробов встречается на коже подмышечных и паховых складок, на лице, в носу, желудочно-кишечном тракте, т.е. на влажных участках поверхности человеческого тела. При снижении иммунитета количество микроорганизмов на теле увеличивается в десятки и сотни раз.

Резервуарами возбудителей во внешней среде ОАРИТ чаще всего являются влажные поверхности санитарно-технических узлов, уборочный инвентарь, мыльницы, увлажнители и другие комплектующие детали дыхательного контура аппаратов ИВЛ, емкости для рабочих растворов дезинфектантов, многодозовые флаконы с медикаментами, особенно солевыми, полиионными растворами, аминокислотами, энзим-содержащими препаратами и т.п.

В воздухе, на поверхностях стен, потолка и т.п. подавляющее большинство микроорганизмов быстро высыхает, утрачивает вирулентность и погибает в течение нескольких минут или часов.

Структура возбудителей инфекции в отделениях разных учреждений может сильно отличаться. Наиболее частыми видами возбудителей являются грам-отрицательные бактерии (ГОБ). Среди них представители семейства Enterobacteriaceae: клебсиела (Klebsiella pneumonia), энтеробактер, цитробактер (Citrobacter spp.), протеи, серрации, кишечная палочка (E.Coli). Столь же часто выделяются аэробные неферментирующие грамотрицательные палочки: синегнойная палочка (Pseudomonas aeruginosa) ацинетобактер (Acinetobacter baumannii). Благодаря своей устойчивости во внешней среде грам-отрицательные бактерии способны длительно выживать во влажных участках окружающего пространства (растворы лекарственных средств, рабочие растворы дезинфектантов и антисептиков, увлажнители, отсосы, переходники, мочеприемники, санитарно-техническое оборудование и инвентарь, вазы для цветов и т.п.).

Значительное место в структуре возбудителей занимают грам-положительные кокки: золотистый стафилококк, эпидермальный и сапрофитный стафилококки, стрептококки. Присутствие на кожных покровах человека, способность прикрепляться к стенкам сосудистых и других катетеров, протезам и т.п. помогают коккам вызывать так называемые катетер (полимер) - ассоциированные инфекции.

В отделениях для больных со значительным снижением иммунитета увеличивается этиологическое значение грибов из группы кандида, аспергилиус и др. Грибы из рода кандида занимают четвертое место среди наиболее часто выделяемых из крови возбудителей. Около двух третей первичных фунгемий среди пациентов ОАРИТ связано с использованием центральных венозных катетеров. Более половины случаев фунгемии заканчиваются летальным исходом.

Важной особенностью является то, что многие возбудители ВБИ, обнаруживаемые у пациентов и во внешней среде ОАРИТ, приобретают устойчивость к большинству применяемых антибиотиков. Такие микроорганизмы получили название «госпитальных штаммов». Антибиотико-резистентность дает им селективные преимущества, что приводит к более широкому расселению

 во внешней среде, неэффективной антибактериальной профилактике и лечению. Наибольшую проблему для лечения представляют инфекции, вызванные метициллин (оксациллин)‑резистентными золотистыми стафилококками (МРСА), грам-отрицательными бактериями, обладающими ферментом «бетта-лактамазой расширенного спектра действия» (БЛРСД). Лечение и уход за пациентами, у которых выделяются перечисленные возбудители, должны сопровождаться усилением мер профилактики, пространственной и функциональной изоляцией таких больных.

Основным механизмом передачи возбудителей ВБИ в ОАРИТ является контактный. Определенную роль могут играть аэрозольный и фекально-оральный (алиментарный).

Контактный механизм передачи осуществляется несколькими путями: при прямом контакте (как правило, посредством рук), при опосредованном контакте (контактно-бытовой путь передачи) - через окружающие бытовые предметы, при искусственном (артифициальном) пути передачи в результате медицинских манипуляций, посредством инструментов, приборов, аппаратуры, лекарственных и дезинфекционных средств, а также воздушным путем с помощью чешуек кожи, попадающих в воздух непосредственно с поверхности тела человека. (Каждую минуту у человека отшелушиваются примерно 200000 кожных чешуек. Около 20000 чешуек несут на себе жизнеспособные микроорганизмы. При этом одежда не является для них эффективным барьером. Наибольшее количество чешуек скапливается на постельном и нательном белье. Поэтому замена белья должна производиться аккуратно. В отделении грязное белье может кратковременно храниться в специальных мешках. Сортировка и хранение белья перед отправкой в прачечную производятся в отдельном помещении.)

Таким образом, перемещение возбудителей ВБИ от источников к пациенту происходит с помощью элементов внешней среды, важнейшими из которых в ОАРИТ являются руки персонала, дверные ручки и ручки водопроводных кранов, многоразовые полотенца, особенно не индивидуальные, катетеры, бронхоскопы, санационные трубки, комплектующие детали и поверхности аппаратов ИВЛ, дренажные системы, воздух.

Профилактика внутрибольничных инфекций. Комплекс мероприятий по недопущению заноса инфекционных заболеваний в лечебное учреждение, предупреждению возникновения и распространения инфекции внутри больницы, а также выносу инфекции за пределы лечебного учреждения объединяется понятием санитарно-противоэпидемический режим (СПЭР - синонимы: эпидемиологический надзор, инфекционный контроль).

Осуществление СПЭР регламентировано общегосударственными правилами и нормами. В организации СПЭР принимают участие руководители больниц, госпитальные эпидемиологи, другой медицинский персонал, служба материально-технического обеспечения, специалисты Центров Госсанэпиднадзора и др.

Ответственность за организацию СПЭР в ОАРИТ возлагается на заведующего (начальника). Старшая медицинская сестра отделения непосредственно организует выполнение и несет персональную ответственность за соблюдение СПЭР. Средний и младший медицинский персонал обязан выполнять СПЭР в повседневной деятельности.

Основными элементами СПЭР в ОАРИТ являются:

- обучение, медицинское наблюдение и профилактика ВБИ у персонала,

- контроль допуска посетителей в ОАРИТ,

- обеспечение оптимальных условий пребывания и лечения пациентов, труда и отдыха персонала,

- выполнение требований по санитарному содержанию помещений,

- организация дезинфекционных и стерилизационных мероприятий,

- соблюдение асептики и антисептики, мер предосторожности при уходе за больными, выполнении инвазивных процедур,

- своевременная диагностика внутрибольничных инфекций, организация профилактики и проведения противоэпидемических мероприятий.

Несмотря на то, что методы борьбы с ВБИ универсальны, их применение в ОАРИТ имеет ряд особенностей. В отличие от других лечебных отделений элементы СПЭР должны выполняться всем персоналом ОАРИТ интенсивно, комплексно и непрерывно.

Обучение медицинских работников проблемам ВБИ является первым и наиболее значимым элементом СПЭР. Повышение компетенции позволяет повысить мотивацию по выполнению правил СПЭР и, таким образом, снизить заболеваемость, летальность и социально-экономические потери, связанные с ВБИ.

С целью своевременного выявления и предотвращения заноса инфекции в отделение медицинский персонал должен проходить обязательные профилактические обследования и осмотры при поступлении на работу и в процессе работы. При наличии признаков инфекции, воспалительных или гнойничковых заболеваний необходимо решение заведующего отделением о возможности допуска сотрудника к работе.

Медицинские работники подвергаются риску заражения через кровь при более чем 30 инфекциях, среди которых особое место занимают вирусные гепатиты и ВИЧ-инфекция. Каждого больного следует считать потенциально опасным в отношении этих инфекций. Несмотря на то, что наибольшая инфицированность вирусным гепатитом «В» регистрируется у персонала гемодиализных, хирургических отделений и ОАРИТ, все медицинские работники должны знать и применять универсальные меры предосторожности при контактах с больными.

Порядок посещения пациентов родственниками устанавливается администрацией лечебного учреждения или отделения. Обязательным требованием является отсутствие у посещающего лица инфекционного заболевания (ОРЗ и др.). Желательно наличие сменной одежды, халата и бахил. При входе и выходе из отделения желательно производить антисептику рук. Лица, помогающие ухаживать за больным, должны быть ознакомлены с правилами ухода и соблюдения основных элементов СПЭР.



ОАРИТ относится к лечебным подразделениям с особым асептическим режимом. Поэтому при размещении отделения принципиальное значение имеет соответствие набора, площади и дизайна помещений виду и объему оказываемой помощи, четкое разграничение «чистой» и «грязной» территорий. В зависимости от задач, контингента и количества больных, категории лечебного учреждения в составе отделения может развертываться до 40 помещений, расположенных в двух зонах: лечебной и зоне общих помещений. Для обеспечения СПЭР в составе ОАРИТ должны оборудоваться палата ‑ изолятор, помещение для приготовления инфузионных растворов и питательных смесей, стерилизационная, дезинфекционная наркозно-дыхательной аппаратуры, мытья и дезинфекции суден и клеенок, сортировки и временного хранения грязного белья, кладовые для предметов уборки и для чистого белья, санитарный пропускник персонала, туалет и др.

Предусматривается наличие приточно-вытяжной вентиляции с механическим побуждением и преобладанием притока над вытяжкой. При неэффективной вентиляции необходимо проветривать помещение через форточки (фрамуги) не менее четырех раз в сутки. Температура воздуха должна составлять 220 С, влажность 55-60%.

Ежедневная влажная уборка и дезинфекция помещений должна осуществляться дважды в день. Генеральные уборки проводятся по утвержденному графику не реже одного раза в месяц с тщательным мытьем стен, полов, всего оборудования, а также протиранием мебели. После уборки и в процессе работы помещения облучаются ультрафиолетовыми лампами из расчета 1 ватт мощности лампы на 1 м3. Предпочтительнее использование «безозонных» ламп. При применении «озонных» ламп необходимо тщательно проветривать помещение в течение 30 мин после каждого сеанса облучения. Смена постельного белья производится один раз в 7 дней, а в случае загрязнения - немедленно. В отделениях для новорожденных используется только стерильное белье. Сортировка и временное хранение грязного белья в отделениях допускается в специальном помещении или в санитарной комнате в закрытой таре не более 12 ч. Помещение и емкость для белья дезинфицируются ежедневно.

Неопасные отходы помещаются в одноразовые емкости (пакеты) белого цвета, опасные (рискованные), содержащие загрязненные выделениями больных материалы, помещаются в пакеты желтого цвета со специальной маркировкой. Острый инструментарий (иглы, перья) после дезинфекции помещается в одноразовую твердую упаковку.

Один раз в год проводится косметический ремонт помещений. Устранение текущих дефектов, особенно ликвидация протечек и т.п., должно осуществляться незамедлительно. В период проведения текущего или капитального ремонта функционирование помещений прекращается.

В связи с тем, что основными путями передачи возбудителей ВБИ в ОАРИТ является контактно-бытовой и артифициальный, важнейшими элементами СПЭР являются своевременная антисептика рук персонала и качественная дезинфекция поверхностей.

Для удобства использования и с целью экономии времени оборудование для обработки рук (раковины, локтевые дозаторы и т.п.) должно быть расположены рядом с местом, где проводятся лечебные или диагностические процедуры. Количество раковин, дозаторов определяется числом обслуживаемых пациентов. При недостаточном количестве или неудобном расположении оборудования могут применяться индивидуальные спиртовые антисептики в небольших (100-250 мл) емкостях.

Важно соблюдать определенную технику обработки рук (рис. 1), без которой участки кожи, особенно кончики пальцев и их внутренние поверхности остаются контаминированными. Персоналу следует отказаться от ношения колец, лака для ногтей и других украшений во время работы, так как это может затруднить удаление микроорганизмов при обработке рук.

Традиционно различают три уровня обработки (деконтаминации) рук: мытье рук с мылом, гигиеническая и хирургическая антисептика рук.

Мытье рук с мылом удаляет загрязнение и до 99% транзитной микрофлоры. Применяется в начале рабочего дня для удаления видимых загрязнений, после посещения туалета, перед приготовлением и приемом пищи. Мытье рук может применяться до и после контакта с пациентом, как правило, при отсутствии антисептиков. Предпочтительнее использовать жидкое мыло в дозаторах однократного применения. Для защиты кожи рук перед применением мыла или антисептика руки увлажняются. В случае многократного использования дозаторы опорожняют, моют, высушивают и только после этого заполняют новой порцией мыла. При использовании кускового мыла следует применять мыльницы, позволяющие мылу высыхать.

Гигиеническая антисептика рук уничтожает и удаляет транзитную микрофлору с помощью различных антимикробных препаратов. Гигиеническая антисептика должна обязательно проводиться перед и после надевания перчаток, выполнения инвазивных процедур, манипуляций с ранами, катетерами, работой с восприимчивыми пациентами и новорожденными, после контакта с выделениями и предметами, имеющими вероятность микробной контаминации.

Для экономии времени чаще применяются спиртовые растворы антисептиков. В случае загрязнения рук их следует сначала вымыть водой с мылом, после чего 3-5 мл спиртового раствора антисептика втирается до высыхания (вытирать руки не следует). Для предупреждения сухости кожи, трещин и дерматитов следует хорошо высушивать руки, использовать необходимое (без излишков) количество антисептиков со смягчающими добавками. После работы рекомендуется применять смягчающие кожу средства (глицерин, кремы и т.п.).

Хирургическая антисептика рук проводится перед любыми хирургическими вмешательствами и манипуляциями и отличается от гигиенической антисептики только удлинением обработки до 2-5 мин и включением в обработку запястий и предплечий (рис. 1).

Следующим важнейшим элементом СПЭР являются дезинфекционно-стерилизационные мероприятия. Так же как и обработка рук, эти мероприятия предназначены для разрыва механизма передачи возбудителя. Дезинфекция ‑ удаление или уничтожение возбудителей инфекции (кроме бактериальных спор) на объектах внешней среды, может проводиться в отсутствии выявленного источника возбудителя инфекции ‑ профилактическая дезинфекция или при возникновении инфекционного заболевания ‑ очаговая дезинфекция. Очаговая дезинфекция подразделяется на текущую - в присутствии больного, и заключительную ‑ после изоляции, выписки, выздоровлении или смерти больного.

По уровню антимикробной активности различают несколько видов дезинфекции.

1. Дезинфекция высокого уровня ‑ с ее помощью уничтожаются вегетирующие бактерии, грибы, микобактерии туберкулеза, вирусы. Она неэффективна в отношении большинства бактериальных спор. Для нее применяются химические стерилизующие вещества, которые используются по туберкулоцидному режиму.

2. Дезинфекция среднего уровня уничтожает вегетативные бактерии, большинство грибов, микобактерии туберкулеза, большинство вирусов. Неэффективна в отношении спор.

3. Дезинфекция низкого уровня уничтожает вегетативные бактерии, некоторые грибы, некоторые вирусы. Неэффективна в отношении микобактерий туберкулеза и бактериальных спор.

На эффективность дезинфекции влияют различные факторы, каждый из которых может уменьшить или полностью нейтрализовать процесс обеззараживания:

- устойчивость и количество микроорганизмов;

- качество предварительной очистки поверхностей; любые субстраты, особенно органические (кровь, белок, биопленки и т.п.), защищают микроорганизмы от действия дезинфектантов;

- концентрация дезинфектанта, с увеличением концентрации дезинфектанта повышается антимикробная активность, однако возрастает и риск повреждения поверхности;

- время контакта с дезинфектантом;

- состояние среды (жесткая вода нейтрализует некоторые дезинфектанты, повышенная температура ускоряет дезинфекцию).

В ОАРИТ могут использоваться четыре метода дезинфекции: механический (мытье, проветривание, вентиляция, обработка пылесосом, вытряхивание, стирка); физический (кипячение, действие горячего сухого и влажного воздуха, ультрафиолетовое облучение, сжигание); химический (применение дезинфектантов способом протирания, орошения, погружения или замачивания, засыпания сухим препаратом) и комбинированный.

Основным методом дезинфекции в ОАРИТ является химический. Существует множество дезинфектантов, количество которых стремительно увеличивается. Все дезинфектанты по их активно действующим веществам подразделяются на несколько групп.

Галоидсодержащие дезинфектанты (содержат в качестве активного действующего вещества хлор, йод и бром): - хлорактивные (ДТСГК, анолиты, хлорамины, ДП-2Т, клорсепт, пресепт и др.). Препараты этой группы используют для обеззараживания выделений больных, смывных и сточных вод, малоценных вещей, санитарно-технического оборудования, предметов ухода за больными, кроме металлических. Необходимым условием для их использования является отдельное, хорошо вентилируемое помещение, отсутствие пациентов, наличие средств защиты кожи и органов дыхания у персонала при работе с этими средствами.

Иодофоры - комплексные соединения йода с поверхностно ‑ активными соединениями. К ним относятся йодопирон, йодонат, йодовидон и др. Йодофоры применяются как антисептики для обработки кожи рук, инъекционного и операционного поля.

Поверхностно-активные вещества включают средства на основе четвертичных аммониевых соединений. Обладают хорошими моющими и дезинфицирующими свойствами, малотоксичны и не имеют резких запахов. Их можно широко применять в ОАРИТ. При работе с ними для индивидуальной защиты достаточно использовать резиновые перчатки. Среди большого количества препаратов этой группы только пять разрешены для совмещенной в одном процессе дезинфекции и предстерилизационной очистки инструментов: Аламинол, Деконекс, Денталь ББ, Дюльбак ДТБ/Л, Санифект 128, ИД-212. Кроме перечисленных средств более широким спектром действия среди поверхносто-активных веществ отличаются Велтолен, Микробак-Форте, Гермасепт-плюс.

Кислородсодержащие средства в качестве действующего вещества содержат кислород в составе перекиси водорода, перекисных соединений, надкислот. Широкий спектр антимикробного действия, отсутствие запаха позволяют использовать их в ОАРИТ. Однако высокая коррозионная активность, инактивация органическими субстратами, повреждающее действие на ткани, необходимость соблюдения предосторожности при приготовлении рабочих растворов из концентратов ограничивают их применение. Препараты Виркон и Пероксимед могут быть использованы для дезинфекции и предстерилизационной очистки инструментов в одном этапе.

Альдегидсодержащие средства содержат глютаровый или янтарный альдегиды. Ранее широко применялся альдегид муравьиной кислоты ‑ формальдегид. Его 40% раствор в воде называется формалин. В настоящее время из-за выраженных раздражающих свойств его использование ограничено в основном обеззараживанием вещей в дезинфекционных камерах, стерилизации изделий медицинского назначения в газовых стерилизаторах. Кроме этого, при контакте формальдегида с гипохлоритом может образовываться канцерогенное вещество.

Большинство альдегидсодержащих средств в качестве основного активнодействующего вещества содержат глутаровый альдегид. Препараты обладают широким спектром антимикробного действия, а в концентрации 2% и выше и спороцидным действием. Это позволяет относить их к классу дезинфектантов высокого уровня, а также использовать для стерилизации изделий медицинского назначения. Основными недостатками представителей этой группы является необходимость их использования в отсутствии пациентов и выраженная способность фиксировать органические загрязнения.




На основе янтарного альдегида и четвертичных аммониевых соединений создан препарат Гигасепт ФФ, применяемый для дезинфекции и стерилизации изделий медицинского назначения.

Спирты (этиловый и изопропиловый) используются в основном в качестве антисептиков. Высокая летучесть, фиксирующие свойства, огнеопасность ограничивают применение спиртов в качестве дезинфектантов. Тем не менее, спирты могут применяться для дезинфекции небольших поверхностей и инструментов. Они обладают бактерицидным (кроме микобактерий туберкулеза) и вирулицидным действием, включая вирусы ВИЧ и гепатитов.

Универсальных препаратов, пригодных для дезинфекции, предстерилизационной очистки и стерилизации всех объектов при всех инфекциях не существует. Практически каждый из современных дезинфектантов имеет ограничения по спектру антимикробной активности, области применения, степени токсичности и влияния на материалы обрабатываемых объектов. Выбор конкретного дезинфектанта, определение сроков и кратности дезинфекции различных объектов должны производиться с учетом контингентов больных, свойств микроорганизмов, выделяемых от пациентов, особенностей внешней среды и обеззараживаемых объектов (конструкция, вид и степень загрязнения поверхностей, их устойчивость к дезинфекционным средствам), мер личной защиты пациентов и персонала, находящегося в отделении.

Дезинфекция, предстерилизационная очистка и стерилизация изделий медицинского назначения организуется и проводится в соответствии с требованиями ОСТ 42-21-2-85 « Стерилизация и дезинфекция изделий медицинского назаначения. Методы, средства и режимы», «Методических указаний по дезинфекции, предстерилизационной очистке и стерилизации изделий медицинского назначения. № МУ-287-113 от 30.I2.98 г.», приказами МЗ РФ по профилактике отдельных инфекций, методическими указаниями по применению конкретных средств и др. Подготовка изделий медицинского назначения (далее изделий) к применению включает 3 этапа: дезинфекцию, предстерилизационную очистку, стерилизацию.

Дезинфекцию изделий проводят с целью уничтожения патогенных и условно-патогенных микроорганизмов.

Предстерилизационную очистку изделий осуществляют с целью удаления с них белковых, жировых и механических загрязнений, а также oстатков лекарственных препаратов.

Стерилизацию изделий проводят с целью уничтожения всех патогенных и непатогенных микроорганизмов, включая их споровые формы.

Дезинфекцию, предстерилизационную очистку и стерилизацию изделий растворами химических средств проводят способом погружения в раствop с заполнением каналов и полостей. Разъемные изделия обрабатывают в разобранном виде.

При выборе дезинфектантов следует учитывать рекомендации изготовителей изделий. При использовании средств, обладающих одновременно дезинфицирующими и моющими свойствами, дезинфекция изделий может быть совмещена с их предстерилизационной очисткой в едином процессе. Дезинфекцию, предстерилизационную очистку и стерилизацию эндоскопов и инструментов к ним осуществляют согласно действующим документам (санитарно-эпидемиологические правила «Профилактика инфекционных заболеваний при эндоскопических манипуляциях. СП3.1.1275-03», Приказ MЗ РФ от 16.06.97 г. № 184 «Об утверждении Методических указаний по очистке, дезинфекции и стерилизации эндоскопов и инструментов к ним, используемых в лечебно-профилактических учреждениях»).

Дезинфекция изделий направлена на профилактику внутрибольничного инфицирования медицинских работников и пациентов. Дезинфекции подлежат все изделия после применения у пациента.

Дезинфекцию осуществляют физическим (кипячение, паровой, воздушный) и химическим методами. С этой целью применяют средства, обладающие вирулицидным (в отношении вируса гепатита В, других возбудителей парентеральных вирусных гепатитов, ВИЧ инфекции) действием.

Дезинфекцию проводят ручным (желательно в специально предназначенных для этой цели емкостях) или механизированным (дезинфицирующие машины и установки) способами. После дезинфекции изделия тщательно промывают водой (в соответствии с рекомендациями, изложенными в методических указаниях по применению конкретных средств) и высушивают.

Предстерилизационная очистка (ПСО) изделий проводится в централизованных стерилизационных согласно соответствующим методическим документам. При отсутствии централизованных стерилизационных этот этап обработки проводится в специально выделенных помещениях ОАРИТ. ПСО изделий осуществляют после дезинфекции или при совмещении с дезинфекцией в одном процессе (в зависимости от применяемого средства). Обработка производится ручным или механизированным (в соответствии с инструкцией по эксплуатации, прилагаемой к конкретному оборудованию) способами.

Качество ПСО изделий оценивают по отсутствию положительных проб на наличие крови путем постановки азопирамовой или амидопириновой пробы; на наличие остаточных количеств щелочных компонентов моющих средств (только в случаях применения средств, рабочие растворы которых имеют pH более 8,5) ‑ путем постановки фенолфталеиновой пробы.

Стерилизацию изделий проводят в централизованных стерилизационных согласно соответствующим методическим документам. При отсутствии централизованных стерилизационных этот этап обработки осуществляют в специально выделенных помещениях ЛПУ.

Стерилизации подвергают все изделия, соприкасающиеся с раневой поверхностью, контактирующие с кровью (в организме пациента или вводимой в него) и инъекционными препаратами, а также изделия, которые в процессе эксплуатации соприкасаются со слизистой оболочкой и могут вызвать ее повреждение.

Стерилизацию осуществляют физическим (паровой, воздушный, с применением нагретых шариков), химическим (применением растворов химических средств, газовый) или комбинированным (плазменный) методами. Для этих целей используют паровые, воздушные, гласперленовые (шариковые), газовые и плазменные стерилизаторы.

При паровом, воздушном, газовом и плазменном методах изделия стерилизуют в упакованном виде, используя упаковочные материалы (бумажные, комбинированные, пластиковые материалы, пергамент, бязь), разрешенные в установленном порядке для применения при соответствующих методах стерилизации. Как правило, упаковочные материалы используют однократно. При паровом методе, кроме того, используют стерилизационные коробки бeз фильтра и с фильтром. При воздушном методе допускается стерилизация инструментов в неупакованном виде (в открытых лотках), после чего их используют сразу по назначению.

Паровым методом стерилизуют общие хирургические и специальные инструменты, детали приборов и аппаратов из коррозионно-стойких металлов, cтеклa, шприцы с пометкой 200°С, хирургическое бельё, перевязочный и лигатурный шовный материалы, изделия из резин (перчатки, трубки, катетеры, зонды и т.д.), латекса, отдельных видов пластмасс.

Воздушным методом стерилизуют хирургические, гинекологические, стоматологические инструменты, детали приборов и аппаратов, в том числе изготовленные из коррозионно-нестойких металлов, шприцы с пометкой 2000С, инъекционные иглы, изделия из силиконовой резины. Перед стерилизацией воздушным методом изделия после предстерилизационной очистки обязательно высушивают в сушильном шкафу при температуре 850С до исчезновения видимой влаги.

Растворы химических средств, как правило, применяют для стерилизации только тех изделий, в конструкцию которых входят не устойчивые к нагреванию (термолабильные) материалы, не позволяющие использовать другие методы стерилизации. При стерилизации растворами химических средств используют стерильные емкости. Во избежание разбавления рабочих растворов, особенно используемых многократно, погружаемые в них изделия не должны содержать видимой влаги.

После стерилизации все манипуляции проводят, строго соблюдая правила асептики. Изделия промывают в стерильной жидкости (питьевая вода, 0,9% раствор натрия хлорида), налитой в стерильные емкости, согласно рекомендациям методических документов по применению конкретных средств. Промытые стерильные изделия используют сразу по назначению или помещают на хранение в стерильную стерилизационную коробку, выложенную стерильной простыней, на срок не более 3 суток.

Газовым методом стерилизуют изделия из различных, в том числе термолабильных материалов, используя в качестве стерилизующих средств окись этилена, смесь ОБ (смесь окиси этилена и бромистого метила в весовом соотношении 1:2,5 соответственно), формальдегид, озон. Перед стерилизацией газовым методом с изделий после предстерилизационной очистки удаляют видимую влагу. Стерилизацию осуществляют при температурах в диапазоне 18-800С (в зависимости от типа стерилизатора и вида стерилизуемого изделия) в соответствии с режимами, регламентированными методическими документами по применению конкретных средств, по стерилизации конкретных групп изделий, а также согласно инструкциям по эксплуатации стерилизаторов, разрешенных к применению.

Комбинированным методом (используя стерилизующее средство «СТЕРРАД» в плазменном стерилизаторе «СТЕРРАД IOOC») стерилизуют хирургические, офтальмологические, эндоскопические инструменты, жесткие и гибкие эндоскопы, оптические устройства и приспособления, волоконные световодные кабели, зонды и датчики, электропроводные шнуры и кабели и другие изделия из металлов, латекса, пластмасс, стекла и кремния.

2. Особенности эпидемиологии и профилактики наиболее распространенных внутрибольничных инфекций

Факторы риска инфицирования нижних дыхательных путей можно объединить в несколько групп.

1. Связанные с состоянием макроорганизма: возраст (новорожденные, старики), тяжесть основного заболевания, сопутствующая патология легких, нарушение сознания, иммунодефицитные состояния, вирусная инфекция дыхательных путей.

2. Повышающие риск колонизации ротоглотки и желудка возбудителями: применение антибиотиков, факторы, способствующие ретроградной колонизации верхних дыхательных путей из желудка (ахлоргидрия, заболевания желудочно-кишечного тракта, неправильное или недостаточное питание, применение антацидов), нерегулярная и некачественная антисептика рук персонала, плохая дезинфекция дыхательной аппаратуры и средств ухода, неправильная техника выполнения лечебных и диагностических манипуляций.

2. Способствующие рефлюксу и аспирации: искусственная вентиляция, трахеостомия, использование назогастрального или ротогастрального зонда, неизменно горизонтальное положение больного (на спине), коматозное состояние, аспирация околоплодной жидкости у новорожденных.

3. Препятствующие нормальному отхождению мокроты: хирургическое вмешательство на голове, шее, в области груди или верхней части брюшной полости, интубация, применение некоторых лекарственных препаратов (морфиноподобные препараты, ингаляционные анестетики и т.п.), иммобилизация.



Основные направления предупреждения развития инфекции в нижних дыхательных путях предусматривают: эффективное лечение основного заболевания (сокращение сроков пребывания в отделении, уменьшение внутренних факторов риска и т.д.), рациональный выбор аппаратуры для ИВЛ, качественный уход за эндотрахеальными трубками и трахеостомами (разумное сокращение длительности ИВЛ, своевременное удаление накапливающихся секретов, промывание трахеостом и прилегающих областей), увлажнение воздуха для предупреждения пересыхания слизистой, нарушающего функцию реснитчатого эпителия, санация трахеобронхиального дерева с соблюдением требований асептики (мытье или гигиеническая антисептика рук, использование стерильных перчаток, использование отсасывающих катетеров однократного применения, использование стерильных жидкостей для орошения), регулярный уход за полостью рта, эффективная дезинфекция дыхательной аппаратуры, своевременное удаление назогастрального зонда, рациональное применение антибиотиков.

Внутрибольничные инфекции мочевыводящих путей (ИМВП) связаны с их катетеризацией. Частота таких осложнений напрямую зависит от длительности нахождения катетера в мочевом пузыре. Даже при применении закрытых стерильных дренажных систем к 15 дню катетеризации инфекция развивается у 50% катетеризированных больных. При продолжительности катетеризации в один месяц инфекция обнаруживается практически у 100% больных. В случае использования открытых дренажных систем риск инфицирования значительно увеличивается: на 5-7 сутки инфекция развивается почти у 100% пациентов. Другими факторами риска ИМВП являются нарушения в обслуживании катетеров, пожилой возраст больных, ослабленное здоровье, отсутствие антибиотиков. У женщин ИМВП развивается чаще, чем у мужчин.

Катетер-ассоциированные ИМВП часто протекают без видимых симптомов и могут спонтанно заканчиваться при удалении катетера. Однако у части пациентов риск активизации инфекции сохраняется до 30 суток после его извлечения. В 4 - 6% случаев ИМВП сопровождается бактериемией.

Заражение больных возможно эндогенным и экзогенным путем. Эндогенное заражение происходит в связи с колонизацией периуретральной области и наружных отделов уретры постоянными обитателями кишечника (особенно у женщин и пациентов с недержанием мочи). При определенных обстоятельствах, в частности при трансуретральных манипуляциях (диагностических и лечебных), при застое мочи возможна активизация микроорганизмов, присутствующих в уретре. Кроме того, микроорганизмы, колонизирующие влагалище и периуретральную область, могут мигрировать в мочевой пузырь по внешней поверхности катетера.

Экзогенное заражение возникает через неадекватно обработанное оборудование (катетеры, цистоскопы, другие инструменты), загрязненные материалы, растворы медикаментов и антисептиков, через руки медицинских работников.

Для предупреждения ИМВП их катетеризацию следует проводить только по строгим показаниям. Постановка и обслуживание катетеров должны производиться обученным персоналом. Необходимо тщательно мыть руки до и после постановки катетера, а также после любых манипуляций по обслуживанию дренажной системы. Для защиты кожи рук следует использовать одноразовые (нестерильные) или адекватно продезинфицированные многоразовые перчатки.

Лучше использовать закрытые стерильные дренажные системы, имеющие специальные выходы для отбора проб мочи. Промывания (ирригации) мочевого пузыря должны проводиться по конкретным клиническим показаниям. Эффективность их для профилактики инфекции не доказана. Замена катетера производится по клиническим показаниям с учетом рекомендаций фирмы-изготовителя.

При выборе катетера учитывают материал, из которого он изготовлен (токсичность по отношению к тканям мочевого пузыря, возможность отложения неорганических солей на поверхности катетера, вероятность роста микроорганизмов и образования биопленки на поверхности), форму, конструкцию. Желательно использовать катетеры минимальных калибров с хорошим дренажом и с минимальным размером баллона, который заполняется стерильной водой. При необходимости многократных орошений мочевого пузыря лучше использовать трехпросветный катетер.

Перед установкой катетера гениталии должны быть тщательно вымыты водой с мылом. При необходимости можно использовать водные растворы антисептиков. Для обмывания кончика уретры используют стерильную воду или физиологический раствор. Уретру смачивают стерильным гелем с добавлением анестетика. Катетеризацию проводят в асептических условиях с использованием стерильных катетеров и инструментов.

Для ограничения перемещений катетера в уретре его следует без натяжения прикреплять к бедру пациента. Дренажные системы должны быть надежно герметизированы, удобно размещены для больного и обслуживающего персонала. Для обеспечения беспрепятственного оттока мочи, снижения риска контаминации мочеприемник должен находиться ниже уровня мочевого пузыря без контакта с полом и мебелью. Опорожнение мочеприемника производится через 8 ч или после заполнения на три четверти объема. При опорожнении следует избегать контаминации коллектора. После опорожнения горловина мешка дезинфицируется и высушивается. При повреждении или смене катетера мочеприемники заменяются вместе с системой.

Промывание катетера для удаления сгустков крови производится с соблюдением асептики, использованием стерильной воды и инструментов. Промывание дренажей может приводить к инфицированию мочевых путей и бактериемии за счет вымывания адгезированных колоний микроорганизмов. Добавление в промывной раствор антисептиков не предотвращает развитие инфекции.

Инфекции, связанные с внутрисосудистыми устройствами. Частота катетер‑ассоциированных инфекций колеблется от 4 до 18%. Основными путями проникновения микроорганизмов в сосудистое русло являются: место прокола кожи в месте введения катетера и прикрепления к его наружной поверхности; канюля или порты для введения лекарственных препаратов при нарушении асептики в процессе эксплуатации и ухода за катетером; использование контаминированных инфузионных растворов; гематогенный путь колонизации катетеров (наиболее редкий). Чаще всего катетеры колонизируются микроорганизмами, находящимися на коже пациента.

Катетеризация бедренных вен сопровождается бульшим риском осложнений, чем катетеризация подключичной и яремной вен. Замена катетеров по проводнику увеличивает вероятность инфицирования и поэтому должна применяться в крайнем случае.

Постановка внутрисосудистых катетеров должна производиться в стерильных условиях в асептических или чистых помещениях. Использование периферических катетеров предпочтительнее центральных. Целесообразно использовать полиуретановые или тефлоновые катетеры.

Загрязненная кожа должна быть вымыта с мылом и водой, затем обработана любым разрешенным к применению антисептиком по указанному режиму (антисептики с остаточным действием: спиртовый раствор хлоргексидина, повидон-иодин и др.). Применять спиртовые растворы иода запрещается. Лучше использовать марлевый, а не ватный тампон. Перед началом процедуры кожа должна быть сухой (таким образом обеспечивается экспозиция для действия антисептика).

При необходимости волосы удаляются с помощью депиляториев или машинки. Бритье волос наименее предпочтительно из-за увеличения микробной колонизации.

Техника пункции и катетеризации должна быть минимально травматичной для тканей. Чтобы предотвратить занос микроорганизмов в рану при перемещении катетеров в тканях, их следует прочно фиксировать к коже лигатурой или стерильным пластырем. Место введения должно быть прикрыто стерильной салфеткой, позволяющей осматривать катетер. Может использоваться марля, фиксируемая лейкопластырем, или прозрачная пленка. В последнем случае достигается лучшая защита от экзогенного загрязнения, намокания и облегчается контроль места введения.

Следует ежедневно осматривать или пальпировать место постановки катетера для определения признаков воспаления. Прозрачные повязки можно заменять 1 раз в 3-7 дней в зависимости от типа и специализации пленки, стерильные марлевые салфетки ‑ через 2-3 дня. При промокании, загрязнении или повреждении повязку заменяют немедленно.

При замене повязки руки должны быть обязательно вымыты. В качестве альтернативы можно использовать гигиеническую антисептику рук.

Для смены повязки должна использоваться укладка со стерильными материалами.

После удаления старого лейкопластыря и марлевой салфетки тщательно осматривается место введения катетера. При наличии гиперемии, подтекания крови или болевых ощущений больной должен быть осмотрен врачом для решения вопроса о дальнейшем использовании катетера.

Кожа очищается с помощью антисептика (спиртовым раствором хлоргексидина, повидон-иодином или 70% спиртом) от места введения катетера кнаружи. После этого на сухую кожу накладывается новая повязка и закрепляется пластырем в виде «штанишек».

Катетер с соблюдением асептики плотно притирается к трубке системы для инфузий, в некоторых случаях посредством стерильного переходника. Место соединения фиксируется пластырем.

Системы для введения лекарств должны заменяться не реже, чем через 72 ч. Ежедневно заменяются системы для парентерального питания, после гемотрансфузии и инфузии плазмы и белковых препаратов, а также при использовании их для введения несовместимых лекарственных средств. Запрещается использовать системы, через которые проводилось переливание крови, её продуктов или жировых эмульсий для введения других парентеральных растворов.

Длительность инфузии липидосодержащих растворов для парентерального питания не должна превышать 24 ч. Длительность введения жировой эмульсии не должна превышать 12 ч.

Все парентеральные растворы готовятся в аптеке в шкафу с ламинарным потоком воздуха с использованием асептической технологии. При необходимости приготовления растворов в отделении, это делает специально обученная медицинская сестра в специально отведенном помещении. Перед приготовлением парентеральных растворов медицинская сестра обрабатывает руки антисептиком, надевает маску, стерильный халат и перчатки. Дверь в помещение закрывается. Запрещается готовить парентеральные растворы у постели больного.

Перед использованием флаконы с парентеральными растворами визуально проверяют на мутность, протечки, трещины, наличие частиц. Обязательно обращают внимание на срок годности.

Для разведения растворов «ех tempore» используют растворы в малой расфасовке в индивидуальных для каждого больного флаконах.

После окончания инфузии катетер закрывают стерильной заглушкой. Если пробка резиновая, гепариновый замок (5мл изотонического раствора + 2500 ед. гепарина) образуется прокалыванием пробки тонкой иглой со шприцем, после предварительной обработки её спиртом. При использовании пластмассовых непрокалываемых пробок гепариновый раствор вводится в катетер до постановки заглушки. Заглушку фиксируют пластырем. Правильность постановки гепаринового замка проверяется отсутствием крови в катетере. Если кровь в катетере присутствует, производится повторная постановка гепаринового замка.

Любые манипуляции с катетером или системой для введения лекарств должны проводиться в асептических условиях.

Перед удалением катетера необходимо очистить кожу спиртовым раствором хлоргексидина, повидон-иодина. Перед удалением катетера кожа должна быть сухой. При наличии клинических показаний для микробиологических исследований необходимо с соблюдением асептики с помощью стерильных ножниц отрезать дистальную часть (около 5 см) катетера и поместить ее в стерильный контейнер. Наложить стерильную салфетку на рану. Отметить в истории болезни (или другой медицинской документации) время удаления катетера.